Estudio lipidómico de la movilización de ácido araquidónico asociada a la respuesta inmune innata

Abstract

INTRODUCCIÓN La inflamación es un mecanismo de defensa que comienza con la muerte de los patógenos y que incluye un proceso de reparación tisular y la ayuda a la recuperación homeostática de los sitios dañados o infectados [1]. La respuesta inflamatoria está desencadenada por una variedad de mediadores entre los que se incluye a los eicosanoides, compuestos lipídicos que se consideran claves en fisiología y fisiología patológica, especialmente en reacciones inflamatorias [2,3]. Los eicosanoides son producidos por la oxigenación de ácidos grasos poliinsaturados esenciales de 20 átomos de carbono, principalmente ácido araquidónico. El ácido araquidónico (ácido 5,8,11,14-eicosatetranoico) es un ácido graso omega-6 esencial que junto a sus derivados, los eicosanoides, juegan un papel importante en la inflamación y en la regulación de la inmunidad [4,5 ]. En células inflamatorias, el ácido arraquidónico (AA), ácido graso poliinsaturado, es encontrado generalmente en forma esterificada en la posición sn-2 de los glicerofosfolípidos, particularmente en glicerofosfolípidos con cabeza polar de colina (PC), etanolamina (PE) y de inositol (PI) [6], aunque también de serina (PS). A fin de conseguir un control sobre la cantidad de ácido araquidónico libre en la célula, éste se encuentra en continuo tráfico entre diferentes glicerofosfolípidos, que llegan a ser más de veinte especies diferentes [7,8]. Los niveles de AA libre celulares son controlados por dos reacciones competitivas; por un lado, las fosfolipasas A2 (PLA2) que liberan AA de la posición sn-2 de los fosfolípidos y, por otra parte, la aciltransferasa CoA-dependiente que modula las reacciones de acilación que reincorporan ese ácido graso en los fosfolípidos [9,10]. Muchos fosfolípidos como fosfatidilcolina (PC), fosfatidilinositol (PI) y fosfatidiletanolamina (PE) son sustratos de la cPLA2¿ [11]. Su especificidad por el ácido araquidónico, precursor de los eicosanoides, ha llevado a sugerir que esta enzima juega un papel importante en los procesos inflamatorios [ Experimentos con ratones Knockout han demostrado que se reduce significativamente los efectos de muchos procesos inflamatorios [14,15]. En la actualidad, la cPLA2¿ se considera una enzima central que media en la generación de eicosanoides y provoca muchos procesos inflamatorios. Diferentes estímulos inducen la liberación de AA. Entre ellos el LPS (lipopolisacárido) que es el componente el mayoritario de la pared bacteriana. Otro estímulo importante es el zimosán. El zimosán es preparado a partir de pared celular de levadura y está formado por complejos de proteínas y carbohidratos, principalmente Beta glucanos y manosas. El zimosán induce la formación de citoquinas proinflamatorias y la movilización de AA para la síntesis de eicosanoides. Tiene la habilidad de unirse a diferentes receptores en la superficie macrofágica. Si es zimosán se presenta opsonizado, es decir, unido a IgG o factores de complemento presentes en el suero, puede ser reconocido por otros receptores presentes en los macrófagos. La espectrometría de masas es una técnica basada en la detección de moléculas por una relación masa/carga. La gran capacidad de identificación de diferentes moléculas proporciona a la técnica una gran potencialidad de uso en diferentes campos de la ciencia como la lipidómica, la proteómica o la metabolómica. Debido a las características de la ionización y a la estructura de los glicerofosfolípidos, su análisis mediante espectrometría de masas ha pasado a ser el último avance de este tipo de análisis. RESULTADOS 1) Aunque el estímulo de LPS no provoca liberación neta de AA durante las dos primeras horas, si los macrófagos peritoneales de ratón se preincuban durante una hora con LPS antes de estimular con zimosán, se produce un aumento importante en la liberación de AA [16]. Nuestros resultados muestran que esta liberación tiene lugar de una forma proporcional en todas las especies de fosfolípidos, liberandose más AA de las especies mayoritarias, sin distinción de la cabeza polar del fosfolípido o del ácido graso que presente en posción sn-1. Este efecto sinérgico del zimosán y el LPS es producido por la cPLA2¿ ya que el uso de la pirrofenona (inhibidor específico de la cPLA2¿) impide la liberación de AA. 2) El uso de la opsonización del zimosán en los macrófagos peritoneales de ratón no ha sido establecido como un paso diferencial para inducir el proceso inflamatorio, es decir, generar la liberación de AA y la posterior producción de eicosanoides. Sin embargo, nuestros datos muestran que la opsonización del zimosán produce diferencias lipídicas incluyendo un aumento de un 5% en la liberación de AA. El análisis por espectrometría de masas de las especies concretas de fosfolípidos que liberaran esa diferencia de AA muestra que sólo las especies plamalógenas de PE muestran liberación de AA de la posción sn-2. Esta liberación esta mediada la cPLA2¿ dado que la inhibición de esta enzima por pirrofenona, revierte dicha liberación de AA. 3) La estimulación de macrófagos peritoneales de ratón con zimosán opsonizado respecto a zimosán sin opsonizar también provoca un aumento de los lisofosfolípidos de PE y PC sin implicación de la cPLA2¿¿¿aumento significativos de especies de PI con contenido en ácido palmitoleico (16:1) y ácido oléico (18:1) y aumentos importantes de las especies diaraquidonoil-PC y diaraquidonoil-PI, especies ya descritas en realción con la estimulación con zimosán [17]. 4) La especie diaraquidonoy-PI, además de ser la especie aceptora de AA exógeno mayoritaria en monocitos humanos [18], lo es también en neutrófilos humanos pero no en macrófagos de ratón, al igual que ocurre con los macrófagos humanos. El aumento que se produce de esta especie al estimular los macrófagos peritoneales de ratón con zimosán es menor que con zimosán opsonizado. Otros estímulos como PMA (Phorbol Myristate Acetate), ionóforo, o LPS también provocan aumento de esta especie. BIBLIOGRAFIA - [1] Calder, P. C. (2012). "Long-chain fatty acids and inflammation." Proc Nutr Soc 71(2): 284-9. - [2] Funk, C. D. (2001). "Prostaglandins and leukotrienes: advances in eicosanoid biology." Science 294(5548): 1871-5. - [3] Phillis, J. W., L. A. Horrocks, et al. (2006). "Cyclooxygenases, lipoxygenases, and epoxygenases in CNS: their role and involvement in neurological disorders." Brain Res Rev 52(2): 201-43. - [4] Folco, G. and R. C. Murphy (2006). "Eicosanoid transcellular biosynthesis: from cell-cell interactions to in vivo tissue responses." Pharmacol Rev 58(3): 375-88. - [5] Soberman, R. J. and P. Christmas (2003). "The organization and consequences of eicosanoid signaling." J Clin Invest 111(8): 1107-13. - [6] Irvine, R. F. (1982). "How is the level of free arachidonic acid controlled in mammalian cells?" Biochem J 204(1): 3-16. - [7] Chilton, F. 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